Поиск по автору "Kharchuk, I. A."
Сейчас показывается 1 - 5 из 5
Результаты на странице
Настройки сортировки
Материал Dynamics of extracellular and intracellular carbohydrates during growth of Porphyridium purpureum(К.: Фітосоціоцентр, 2013) Novikova, Т. М.; Kharchuk, I. A.The dynamics of the extracellular and intracellular carbohydrates in batch culture during Porphyridium purpureum growth was investigated. It was found that of reserve intracellular carbohydrates was 2-4% of the dry weight. The content of structural carbohydrates in the linear growth stage was 4-5% of the dry weight of cells, and it was 8.5% in the stationary growth phase. The maximum amount of extracellular carbohydrates in the culture medium was registered in mid-log growth phase of Porphyridium purpureum cells.Материал Метод определения амилолитической и протеолитической активностей экзоферментов в водной среде(2005) Копытов, Ю. П.; Харчук, И. А.Предложен метод определения экзоферментативных активностей в водной среде, позволяющий определить фоновое содержание белковоподобных и крахмалоподобных соединений. Метод может быть применён для морских и пресных вод, в полупромышленных и в лабораторных условиях, при культивировании микроводорослей.Материал Особенности пробоподготовки образцов монадных форм микроводорослей для сканирующей электронной микроскопии(2023) Рылькова, О. А.; Боровков, А. Б.; Ханайченко, А. Н.; Харчук, И. А.; Гудвилович, И. Н.; Лишаев, В. Н.С целью оптимизации пробоподготовки монадных форм микроводорослей для сканирующей электронной микроскопии (СЭМ) проанализированы отечественные и зарубежные руководства. Для отработки методики использовали зелёную микроводоросль Dunaliella salina Teodoresco (штамм IBSS-2 из ЦКП «Коллекция гидробионтов Мирового океана» ФИЦ ИнБЮМ), апробация протокола проведена на криптофитовых водорослях Чёрного моря (Севастопольская бухта). Показано, что при фиксировании материала целесообразно снижать конечную концентрацию (к. к.) глутарового альдегида (глутаральдегида, ГА) в пробе до 1 % (для D. salina) или использовать ступенчатую фиксацию раствором Люголя (для криптофитовых водорослей). При концентрировании микроводорослей, имеющих жгутики, необходимо использовать максимально мягкую фильтрацию (разрежение менее 0,2 атм), промывку пробы проводить только при необходимости, дальнейшую дегидратацию целесообразно осуществлять в бюксе или пластиковом планшете. К хорошему результату приводило использование стёкол, покрытых поли-L-лизином. Показано, что не существует значительной разницы между «этанольной» и «этанольно-ацетоновой» дегидратацией, однако первый способ занимает меньше времени и не требует работы в вытяжном шкафу. Сушка «в критической точке» (2,5–3 ч) и напыление (Au/Pd; 0,5–1,0 мин) соответствовали режимам, обычно рекомендуемым в современных руководствах по пробоподготовке. При невозможности осуществления всех этапов пробоподготовки в один день или в экспедиционных условиях возможно хранение образцов до двух недель в растворе фиксатора или в 75%-ном растворе этанола (в процессе дегидратации). Предложенный протокол предмикроскопной пробоподготовки для исследований с помощью СЭМ может быть использован для изучения поверхностных структур и детализации морфологических характеристик одноклеточных водорослей, имеющих жгутики, и успешно применён при таксономических и биотехнологических исследованиях.Материал Химический состав красной микроводоросли Porphyridium purpureum при переводе в состояние ангидробиоза(2012) Харчук, И. А.Установлено, что при дегидратации в клетках красной микроводоросли Porphyridium purpureum снижается содержание хлорофилла, каротиноидов, углеводов и нуклеиновых кислот, а содержание белков и липидов не изменяется. Сохраняемая доля биохимических компонентов позволяет клеткам сберегать свою жизнеспособность в обезвоженном состоянии и восстанавливать биосинтетические процессы при реактивации.Материал Хранилище ангидробиозных культур микроводорослей и цианобактерий Института биологии южных морей имени А. О. Ковалевского РАН(2020) Харчук, И. А.Надёжное сохранение культур микроводорослей и создание генетических банков штаммов — одна из важных задач современной биологии. В каталоге Всемирной федерации культур в базе WDCM CCINFO на сегодняшний день зарегистрировано 792 коллекции различных культивируемых организмов из 76 стран. Это самая обширная сводная база данных, включающая как известные крупные коллекции, так и небольшие хранилища исследовательских и образовательных учреждений со всего мира. В базе представлено 47 альгологических коллекций и 80 коллекций микроорганизмов, которые также включают культуры микроводорослей и цианобактерий. В России зарегистрировано всего 30 биологических коллекций; фонды только 13 из них включают штаммы водорослей. Самый распространённый способ хранения культур микроводорослей — метод их периодических пересевов на жидкие среды или агар. Его используют в 127 коллекциях (99 % от общего количества в каталоге). Также применяют криоконсервацию — в 33 коллекциях (27 %), лиофилизацию — в 13 (11 %), L-высушивание — в 5 (4 %), замораживание — в 19 (16 %), иммобилизацию в альгинатных бусинках — в 1 (0,8 %). Между тем при использовании этих методов изменяются морфологические и функциональные свойства клеток сохраняемых культур и происходит их измельчание. Кроме того, поддержание культур в жизнеспособном состоянии трудоёмко и требует дорогостоящего оборудования. При этом хранение микроводорослей, переведённых в состояние ангидробиоза путём их обезвоживания, просто и экономически выгодно. Ангидробиоз — глубокое и длительное торможение метаболизма, обратимое при благоприятных условиях; это достаточно распространённое явление в природе. Единственная коллекция из базы WDCM CCINFO, для которой применяют способ перевода клеток в покоящееся состояние путём ангидробиоза (для почвенных водорослей) — коллекция культур водорослей Киевского национального университета (ACKU WDCM 994). Многолетние опыты по переводу микроводорослей в состояние ангидробиоза позволили разработать метод их длительного хранения без использования питательных сред, включающий перевод клеток в состояние ангидробиоза, их сохранение в дегидратированном состоянии и последующее выведение в активную культуру. С целью поддержания альгологического биоразнообразия на базе ФИЦ ИнБЮМ создано хранилище микроводорослей, переведённых в состояние ангидробиоза; их при необходимости можно вывести в активные культуры. Объектами стали морские одноклеточные водоросли, а также пресноводные и галобные виды низших фототрофов, перспективные для аквакультуры и биотехнологии. Культуры получены в виде инокулята из коллекции живых культур планктонных микроводорослей ФИЦ ИнБЮМ. Водоросли выращивали в накопительном режиме при постоянном освещении. Биомассу собирали во время культивирования альгологически чистых культур микроводорослей на стадии замедления роста или на стационарной стадии. Клетки отделяли от культуральной среды центрифугированием или путём их фильтрации на планктонном сите. Затем водоросли обезвоживали и хранили в герметичных зиплок-пакетах, помещённых в пластиковые ёмкости объёмом от 100 до 500 мл, при температуре +18...+21 °C в темноте в специально оборудованном помещении. Основная часть коллекции представлена штаммами из отделов Chlorophyta, Cyanophyta, Bacillariophyta, Rodophyta. В статье приведены список видов и количество сохраняемых изолятов, представлена информация о формах хранения, описан технологический регламент обслуживания и пополнения хранилища ангидробиозных культур. Хранилище находится на стадии формирования. Его будущее связано с расширением фонда за счёт морских, пресноводных и галобных видов. Оптимизация способа обезвоживания позволит перевести в состояние ангидробиоза микроводоросли, относящиеся к разным систематическим отделам.